M2 Ingénierie et Chimie des Biomolécules

Emmanuelle Schmitt, Yves Mechulam, Pierre-Damien Coureux, Thomas Gaillard.

Le programme de l’unité d’enseignement est organisé sur deux semaines, à temps plein, au laboratoire de Biochimie de l’Ecole Polytechnique. Au sein de ce laboratoire, vous travaillerez essentiellement avec les chercheurs du groupe « mécanismes de la traduction des ARNm en protéines ».

L’objectif de cet enseignement est de faire découvrir la démarche expérimentale utilisée pour mener à bien un projet de recherche, de découvrir de nouvelles méthodes, de discuter le bien fondé de l’utilisation de ces méthodes, leurs avantages et leurs limites. Cet enseignement fournit donc des outils utiles dans tous les secteurs de l’étude moléculaire des processus biologiques.
-Travaux expérimentaux : mutagénèse dirigée, séquençage du gène, purification de protéines, caractérisation de protéines mutantes par étude approfondie de leurs mécanismes catalytiques.
Au cours de la deuxième semaine vous assisterez à une série de séminaires en lien direct avec l’étude expérimentale de la première semaine.
Une demi-journée sera consacrée à l’utilisation d’outils informatiques pour l’étude de la phylogénie des ARN et des protéines et pour l’ingénierie des interactions protéine:ligand.
Enfin, trois journées seront consacrées à la microscopie électronique appliquée aux complexes ribosomaux. Vous serez initiés à la préparation d'échantillons pour la microscopie et la cryo-micoscopie électronique, vous pourrez observer les grilles préparées sur l'un des deux microscopes (Jeol 2010, F 200kV, Titan Themis 300 kV) disponibles sur le site de l’Ecole Polytechnique. Enfin, vous serez également initié à la collecte et au traitement d'images de cryo-microscopie électronique pour obtenir la structure tridimensionnelle de votre objet d'étude. Les avantages et limites de cette technique seront discutés tout au long de cette formation.

Bases (niveau M1) en biochimie, et biologie moléculaire.

Décembre.

PALAISEAU

Thomas Simonson, Thomas Gaillard.

Outre les bases théoriques (cours + TD), on manipulera ces outils à travers des mini-projets ou TPs, dans un environnement linux. Les logiciels utilisés ont un intérêt très général en biologie structurale; certains ont été co-développées par les enseignants.

On abordera de nombreux aspects de la structure, la dynamique, la fonction, et l'ingénierie des biomolécules (protéines mais aussi ARN et ADN). On rappellera les bases de leur stabilité; les principales propriétés du solvant; les effets qui gouvernent le repliement et la reconnaissance moléculaire. On abordera des outils de base de modélisation: alignement de séquences, modélisation par homologie, dynamique moléculaire, docking. Chaque étudiant réalisera à l'issue du cours un projet qui visera par exemple a simuler le repliement d'une protéine ou à prevoir les conséquences fonctionnelles de la modification d'une protéine. Cette UE permet aux étudiants d'utiliser des modèles et programmes largement utilises en biologie structurale, mais aussi de reflechir en profondeur aux principes qui gouvernent la reconnaissance moléculaire et le repliement des protéines.

L'unite d'enseignement suppose que les étudiants aient les bases de biochimie structurale mais ne nécéssite pas de connaissances préalables spécifiques en informatique ou programmation.

Novembre - Décembre - Janvier.

PALAISEAU

Van Tilbeurgh Herman Pr UPSaclay Dominique Guianvarc'h, Pr UPSaclay Philippe Minard, Pr UPSaclay intervenants variables.

L'enseignement se fait sous forme de 14 séminaires d'une demi-journée, dont l'intervenant change à chaque séance (un séminaire par semaine sur plusieurs mois). A l'issue de de chaque séminaire, les étudiants présentent un article scientifique qui leur a été fourni préalablement par l'enseignant responsable du séminaire en lien avec la thématique développée. Cette analyse/présentation d'article est alors discutée avec l'ensemble des étudiants.

Cet enseignement est organisé sous forme de séminaires scientifiques par des conférenciers venant essentiellement d'équipes d'accueil de notre master ICBM. A travers des exemples, ces séminaires illustrent comment les concepts méthodologiques, enseignés dans les autres UEs du master, peuvent être mis en œuvre pour répondre à des questions biologiques.
Les thèmes des séminaires intègrent les approches de la biologie structurale et/ou de la "chemical biology".
Le but est de 1) sensibiliser les étudiants à la question : quelles techniques et outils doit-on utiliser pour analyser des questions biologiques précises, 2) donner un sens critique sur les résultats obtenus par rapport au questionnement biologique initial. Les étudiants s’entraînent aussi à présenter des articles scientifiques oralement et à les discuter avec leurs collègues ce qui leur permet d'apprendre à mobiliser les connaissances acquises en cours et d'identifier les enjeux et innovations d'un travail de recherche au regard de l'état de l'art.

Structures et fonction des macromolécules biologiques Principes de bases des techniques de la biologie structurale et la biophysique Notions de bases sur la réactivité des principales fonctions chimiques.

Octobre - Novembre - Décembre - Janvier.

ORSAY

Nicolas Leulliot, Pr Magali Blaud, MdC Herman van Tilbeurgh, Pr Zaineb Kamoun, MdC Pierre Damien Coureux, MdC, Lila Delbos, IE Isabelle Broutin, DR.

L'enseignement est organisé sous forme de cours hebdomadaires, à la faculté de pharmacie de Paris. Il comporte également des Travaux pratiques : Cristallogénèse, Phasage par remplacement moléculaire et/ou par méthodes expérimentales. Reconstruction du modèle dans la carte de densité électronique. Des travaux pratiques sur la collecte de données sont effectué en collaboration avec l'equipe de la ligne de lumière Proxima2 au synchrotron SOLEIL. Il est proposé à tous les étudiants qui en ressentent le besoin de suivre un programme préalable d'une semaine de remise à niveau pour se familiariser avec les concepts et outils mathématiques utilisés en cristallographie et spectroscopie.

Diffusion et diffraction des rayons X

comprendre le cheminement de la diffusion des rayons-X d'un éléctron jusqu'à la diffraction des cristaux
identifier les éléments de symétrie dans les cristaux
faire le lien entre symétrie du cristal et symétrie dans les spectres de diffraction
savoir établir des stratégies et optimisation des collectes de données
savoir évaluer les critères de qualité
maitriser les différentes méthodes de phasage
savoir utiliser les méthodes d'amélioration des cartes
savoir interpréter des cartes de densité électronique
savoir affiner les structures cristallographiques et évaluer leur qualité

Diffusion aux petits angles

Théorie et principe expérimentaux de la diffusion de rayons X aux petits angles de molécules biologiques
Savoir interpréter les spectres de diffusion
Modélisation des structures à basse résolution basé sur les spectres expérimentaux

Microscopie électronique

Fonctionnement d'un microscope électronique
Principe Physique de l'imagerie par microscopie électronique
Principe de la collecte et du traitement d'image de Cryo-EM
Préparation des échantillons, évaluation des grilles
Traitement des données et reconstruction des structures
Traitement de l'hétérogénéité structurale.

Bases de biochimie structurale bases de la physique ondulatoire (cours de remise à niveau).

Septembre - Octobre - Novembre.

Gondry Muriel, coordinateur de l'UE (CEA/Joliot) Berthonaud Véronique, responsable pédagogique (CEA/INSTN) 12 intervenants ((CEA, CNRS, INSTN, Université Paris-Sud), 1 conférencier Sanofi.

UE organisée sur 2 semaines à l'INSTN dans les salles de cours, de TD et de TP de cet institut.

Contenu visant à donner une formation complète des approches expérimentales innovantes permettant i) d’exprimer de façon recombinante et de purifier une protéine soluble, ii) de solubiliser et de maintenir la fonction d’une protéine membranaire et iii) de caractériser pharmacologiquement une interaction protéine soluble-récepteur membranaire.

Cette UE combine des cours, des TD et des TP et a obtenu le label « cours pratique de M2 » de la School BMP de Paris-Saclay.

Etudiants ayant validé un niveau M1/ingénieurs avec des connaissances en biochimie et chimie des protéines.

Les intervenants sont enseignants de l'INSTN, enseignants/chercheurs de l'Université Paris-sud ou chercheurs de l'Institut Joliot du CEA Saclay et de l'I2BC (Saclay, Gif-sur-Yvette, Orsay).

Décembre.

GIF-SUR-YVETTE

Florence GONNET (Professeur Paris-Sud, Université Evry), Virginie REDEKER (Chercheur INSERM, CNRS Fontenay-aux-Roses, PF Protéomique Gif) David TOUBOUL (Chercheur CNRS, CNRS Gif) Guillaume VAN DER REST (Professeur Paris-Sud, Université Orsay) Solenne CHARDONNET (IR Paris 6, PF Protéomique Pitié-Salpétrière) David CORNU (IE CNRS, PF Protéomique Gif) Laila SAGO (IE CNRS, PF Protéomique Gif).

Cette unité d'enseignement du M2 Ingénierie et Chimie des Biomolécules est organisée sous forme de cours hebdomadaire, entre septembre et décembre.

1- Etat des lieux des analyses protéomiques.

2- Méthodes de spectrométrie de masse adaptées à l’analyse des peptides et protéines
-Principe des modes d’ionisation (MALDI, ESI)
-Principe des analyseurs de masse simples et hybrides (TOF-TOF, Q-TOF, Trappe, Orbitrap, FTICR...)
-Comparaison de leurs spécificités et utilités.

3- Stratégies protéomiques
-Identifications de protéines peu abondantes dans des mélanges très complexes
-Caractérisations des modifications post-traductionnelles connues ou inconnues.
-Quantification: méthodes globales ou ciblées.
-Interactions protéine-protéine
-Informations structurales: interactions non covalentes et caractérisation de déterminants stucturaux

4- Méthodes de préparation, séparation et enrichissement des protéines et peptides
-Préparations classiques des échantillons, électrophorèse, chromatographie.
-Cas des modifications post-traductionnelles (modifications classiques, glycosylations, phosphorylations, nouvelles modifications, …)
-Cas des protéines membranaires.
-Méthodes d’enrichissement.

5- Analyses de spectres (cours et TD)
-Mesures de masse d'une protéine, d'un mélange de peptides
-Fragmentation de peptides et protéines : principe et analyse de spectres de fragmentation
-Cas pratiques

6- Visite d’une plateforme de protéomique avec ateliers de mesures de masse et d’identification de protéines.

Pré-requis recommandés : biochimie des protéines et/ou spectrométrie de masse.

Septembre - Octobre - Novembre - Décembre.

GIF-SUR-YVETTE

Eric Guittet; François Bontems; Ewen Lescop; François Giraud; Nelly Morellet; Inaki Guijarro; Carine van Heijenoort; Christina Sizun; Nadine Assrir;.

Le cours s'organise sous la forme de 8 journées localisées à l'ICSN sur le campus du CNRS à Gif-sur-Yvette. Le déjeuner peut se prendre sur le campus. Chaque demi-journée est focalisée sur une thématique avec un ou deux enseignants. 2 demi-journées sont consacrées à des travaux pratiques pour la collecte des spectres au spectromètre et leur analyse sur ordinateur. Une demi-journée est consacrée à l'application de la RMN à l'interface en la chimie et la biologie (imagerie, petites molécules).

Cette UE de RMN biologique vise à fournir les bases théoriques minimales de RMN pour comprendre le phénomène RMN et ses applications à l'interface entre la biologie et la chimie. Nous aborderons les concepts généraux et les méthodes spécifiques utiles à la caractérisation de la structure et la dynamique des macromolécules biologiques (protéine...) et de leurs interactions avec d'autres partenaires. Les points forts de la RMN seront mis en avant (aspects dynamiques des protéines, études de protéines intrinsèquement désordonnées, étude dans la cellule, interactions moléculaires).
Le plan du cours est le suivant :
- introduction au phénomène RMN
- spectres 1D et 2D
- les interactions en RMN (couplages scalaires et dipolaires)
- quelques bases de calcul de séquences d'impulsions RMN
- étude de spectres de protéines de poids et de flexibilité variés (TD)
- méthodes d'attribution des signaux RMN: théorie et exemples (TD, TP)
- méthodes de calcul de structure 3D
- la relation entre le phénomène de relaxation des spins et les mouvements moléculaires
- la RMN du solide
- les interactions protéine-ligand: relation entre équilibres/cinétiques d'interaction et spectres RMN. Exemples d'études.
- RMN appliquée aux protéines intrinsèquement désordonnées ou en conditions in-cell
- bases physiques de l'imagerie IRM et principes des agents de contraste en IRM.

L'examen se fait sous la forme d'une présentation d'article suivie d'une discussion.

Bases de biochimie. Pas de pré-requis en physique. La participation à la mise à niveau en mathématique et traitement du signal est encouragée en cas de besoin.

Septembre - Octobre - Novembre.

GIF-SUR-YVETTE

Laurent Salmon, Jean pierre Mahy, Frédéric Banse, Anne Zaparucha, Cecile Sicard, Marie Erard, Aurélien Alix, Boris Vauzeilles.

Cette unité d'enseignement mutualisée entre les M2 Chimie Organique – M2 Ingénierie et Chimie des Biomolécules – M2 Chimie Pharmaceutique, est organisée sous forme de cours hebdomadaire, entre septembre et décembre.

-Mécanismes enzymatiques I (sans métal redox) : développements récents en catalyse enzymatique: aldose-cétose isomérases, transaldolases, décarboxylases, hydrolases (estérases, lipases, époxyde-hydrolases), enzymes à TPP, enzymes à PLP (2ème partie), glyc.

Base de structure des protéines, d'enzymologie et de chimie organique.

Septembre - Octobre - Novembre - Décembre.

ORSAY

Marie ERARD (dep. chimie, UPSay) Alexandre DAZZI (dep. physique, UPSay) Ariane DENISET (dep. physique, UPSay) Hélène PASQUIER (IUT, UPSay) Cécile SICARD (dep. chimie, UPSay) Emilie BRUN (dep. chimie, UPSay).

Cette UE est constituée de cours et de TPs (> 50%). Une large gamme de techniques sera présentée ou bien dans des cours dédiés ou via des exposés présentés par les étudiants (Spectroscopies vibrationnelles (IR, Raman), Absorption, Spectroscopie et microscopie de fluorescence, diffusion de lumière (DLS), Dichroïsme Circulaire, résonance de plasmon de surface, micro-calorimétrie (ITC), champ proche (AFM et couplage IR)). Certaines techniques seront mises en pratique au cours de 3 mini-projets.

Au cours de cette UE, nous montrerons l’apport des techniques spectroscopiques, des microscopies et des approches physicochimiques dans l’étude de systèmes biologiques in vitro jusqu’à l’intégration dans la dimension cellulaire. L’objectif est de connaitre le principe de fonctionnement, l’instrumentation nécessaire, les applications et les limites de chaque technique
Des mises en situation (3 mini-projets) aident à devenir autonome sur des appareils type laboratoire de recherche (de la préparation des échantillons à l’acquisition des données et jusqu’à leur traitement). C’est une première étape pour acquérir de l’aisance et pour choisir la technique adaptée à la question posée.
Cette UE permet de travailler ses facultés d’analyse et de synthèse ainsi que sa capacité à travailler en groupe notamment avec des étudiants issus de plusieurs M2.

Licence de chimie ou de biologie.

//.

Septembre - Octobre - Novembre - Décembre.

ORSAY

Philippe Minard, Dominique Guianvarch, Herman van Tilbeurgh, Pr UPSaclay Nicolas Leulliot, Pr U Paris Ewen Lescop, CNRS Yves Mechulam, Thomas SImonson, Pr Polytechnique.

Le stage se déroule entre le premier février et le 30 juin, les étudiants sont en plein temps dans les laboratoires la soutenance ((autour du 20 juin) est organisée sous forme de présentation orale devant un jury composé des membres du conseil les étudiants doivent également soumettre un mémoire écrit à la fin du stage.

A l'issue du stage l'étudiant aura acquis de l'expérience et saura
-percevoir le contexte scientifique et les enjeux d'un projet de recherche
-organiser ses activités en tenant compte des priorités, des obstacles rencontrés, des exigences de sécurité
-rechercher et prendre en compte la littérature scientifique relative au projet
-conduire de façon autonome une réflexion scientifique et échanger avec son environnement scientifique pour l'enrichir
-rédiger une synthèse claire rendant compte de façon juste et précise des résultats acquis
-communiquer de façon claire et efficace sur le contexte d'un projet et la progression réalisée.

Pas applicable.

Pas applicable.

Février - Mars - Avril - Mai - Juin.

ORSAY - GIF-SUR-YVETTE - PARIS - PALAISEAU - JOUY-EN-JOSAS